Health

Retrouve la capacité de charge à partir d'observations réelles : saisissez des paires `temps, population` (minimum 5) et l'outil ajuste le modèle de Verhulst N(t)=K/(1+e^(−r(t−t₀))) par moindres carrés de façon déterministe — linéarisation ln((K−N)/N)=−r·t+r·t₀ pour chaque K candidat puis recherche ternaire sur K. Fournit K̂, r̂ intrinsèque, point d'inflexion t̂₀, N₀, R², RMSE et tableau des résidus, avec un SVG des points observés + sigmoïde ajustée + ligne horizontale K. Si les données n'atteignent pas le plateau (max N < 0.6·K̂), avertit que K̂ est une extrapolation. Problème inverse de logistic-growth-calculator.

Health

Calcule le volume de solution-mère d'antibiotique à ajouter au milieu selon C₁V₁ = C₂V₂ : V₁ = concentration de travail × volume final ÷ concentration du stock. Prend en charge les unités absolues (mg/mL, µg/mL, g/L, ng/mL) et la notation × (ex. stock 1000×), volumes en µL/mL/L. Renvoie le volume de stock (mL et µL), le milieu à compléter et le facteur de dilution. Concentrations typiques : ampicilline 100 µg/mL, kanamycine 25–50, chloramphénicol 25–34, tétracycline 10–12.5.

Health

Convertit l'OD600 en concentration viable via la pente de calibration : CFU/mL = (OD600 − blanc) × facteur × dilution. Le facteur représente les CFU/mL à OD600 = 1 et dépend fortement de la souche, du milieu et du spectrophotomètre ; les préréglages ne sont que des ordres de grandeur : E. coli ≈ 1×10⁹, B. subtilis ≈ 5×10⁸, S. cerevisiae ≈ 1×10⁷. Calibrez par dénombrement sur plaque. La linéarité va jusqu'à ~0.2–0.6 ; au-delà d'un OD net de 0.6, l'outil conseille de diluer. Volume optionnel pour le CFU total.

Health

Estime la confluence des cellules adhérentes par la méthode de la grille microscopique : confluence% = carrés occupés ÷ carrés totaux × 100 par champ. Accepte plusieurs champs et calcule la moyenne ± écart-type, l'étendue et l'interprétation de croissance (<10% clairsemée, 10–50% sub-confluente, 50–80% approche de la confluence, 80–95% quasi confluente, ≥95% confluente). Avec le temps de doublement, estime les heures jusqu'à la confluence cible : t = TD × log₂(cible/actuel). Comptez 3 à 5 champs ; repiquez à 70–90%.

Media

Crée une rampe DJ entre deux BPM en préservant la hauteur.

Media

Estime les notes chantées stables les plus graves et aiguës d’un enregistrement.

Education

Convertit les comptages bruts de la chambre de Neubauer améliorée en concentration : cellules/mL = (total comptées ÷ carrés) × dilution × 10⁴ (chaque carré de 1 mm² sous 0,1 mm de profondeur contient exactement 0,1 µL). Saisissez le total compté, le nombre de carrés (généralement 4 angles ou 5 avec le central) et la dilution ; facultativement le volume pour le total de cellules. Conseils selon la densité idéale de 20–100 cellules par carré. Sources : manuel Freshney, géométrie Neubauer. Uniquement à but éducatif.

Education

Calcule la cinétique de croissance exponentielle à partir de deux comptages : temps de doublement t_d = ln2 × t ÷ ln(Nₜ/N₀), nombre de doublements n = ln(Nₜ/N₀) ÷ ln2 et taux spécifique μ = ln(Nₜ/N₀)/t (h⁻¹). N₀ et Nₜ peuvent être des nombres de cellules ou des densités dans toute unité cohérente ; le temps accepte heures/jours/minutes. Suppose la phase exponentielle aux deux points (ensemencement sous-confluent, récolte avant l'inhibition de contact), sinon t_d sera surestimé ; repères HEK293/HeLa/CHO inclus. Source : manuel Freshney. Uniquement à but éducatif.

Education

Calcule la viabilité à partir des comptages cellules vivantes/mortes du test d'exclusion au bleu de trypan : viabilité % = vivantes ÷ (vivantes + mortes) × 100 ; concentration en vivantes = comptage × dilution × 10⁴ ÷ carrés. Le colorant ne traverse pas les membranes intactes : les cellules vivantes restent claires, les lésées se colorent en bleu profond. Fournit une lecture de l'état de la culture (≥90% saine, 70–90% acceptable, <70% stressée) et des conseils de protocole (compter en 3–5 min ; une exposition prolongée tue les cellules viables). Sources : Freshney, protocole de Strober. Uniquement à but éducatif.

Education

Convertit le dénombrement des colonies en concentration de la culture d'origine : UFC/mL = colonies × 10ⁿ ÷ volume ensemencé (mL), la boîte ayant été ensemencée depuis le tube 10⁻ⁿ. Intègre la règle de la fourchette comptable 30–300 colonies par boîte : >300 signale un TFTC (trop nombreuses, augmenter la dilution), <30 signale un dénombrement trop faible (diminuer la dilution) et 0 colonie donne la limite de détection ; conversion en UFC totales optionnelle. Sources : Standard Methods, FDA BAM. Uniquement à but éducatif.

Education

Analyse la composition d'une séquence : comptages et pourcentages molaires de chacun des 20 acides aminés standards ; totaux par groupe (basiques K/R/H, acides D/E, aromatiques F/W/Y, soufrés C/M, aliphatiques A/I/L/V, amides N/Q, hydroxyles S/T, autres G/P) ; GRAVY selon les valeurs d'hydropathie de Kyte–Doolittle 1982 (>0 tendance hydrophobe, <0 hydrophile ; les globulaires solubles se situent entre −1 et +0,3) ; et la masse moléculaire via la table ProtParam. Les codes d'ambiguïté (B/J/O/U/X/Z) sont comptés à part et exclus des pourcentages. Sources : Kyte & Doolittle 1982, ExPASy ProtParam, Lehninger. Uniquement à but éducatif.

Education

Dose les protéines par la méthode BCA (acide bicinchoninique, 562 nm) avec courbe standard : collez les lignes « concentration(µg/mL), A562 » et les absorbances des essais ; l'outil ajuste par moindres carrés (pente, ordonnée, R²), inverse c = (A−b)/m puis applique la dilution (µg/mL et mg/mL). Les lectures hors plage sont signalées comme extrapolations ; sous le blanc, rejetées. Spécificités BCA : tolère ~5 % de détergent (mieux que Bradford pour les lysats) ; mais DTT/TCEP/β-mercaptoéthanol (>1 mM) et EDTA élevé réduisent/chélatent le Cu²⁺ et gonflent la lecture — éliminez-les d'abord ; plage utile ~20–2000 µg/mL (Micro BCA 0,5–20). Source : Smith 1985 Anal Biochem. Uniquement à but éducatif.