Calculateur de nombre de copies d'ADN (concentration → copies)

Convertit dans les deux sens absorbance et transmittance : A = −log₁₀(T), T = 10⁻ᴬ, %T = 100·T et A = 2 − log₁₀(%T). Accepte l'absorbance A, la transmittance en pourcentage %T ou en fraction T et renvoie les trois représentations à la fois. Repères : A=0 → %T=100 ; A=1 → %T=10 ; A=0,301 → %T=50. Une absorbance négative impliquerait %T > 100 %, impossible en spectrophotométrie standard, et est rejetée.

Calcule la viabilité à partir des comptages cellules vivantes/mortes du test d'exclusion au bleu de trypan : viabilité % = vivantes ÷ (vivantes + mortes) × 100 ; concentration en vivantes = comptage × dilution × 10⁴ ÷ carrés. Le colorant ne traverse pas les membranes intactes : les cellules vivantes restent claires, les lésées se colorent en bleu profond. Fournit une lecture de l'état de la culture (≥90% saine, 70–90% acceptable, <70% stressée) et des conseils de protocole (compter en 3–5 min ; une exposition prolongée tue les cellules viables). Sources : Freshney, protocole de Strober. Uniquement à but éducatif.

Configure les ligatures selon NEB : pmol = ng × 10³ ÷ (650 × bp). Le mode calcul de masse utilise la formule classique insert_ng = ratio × vecteur_ng × (bp_insert ÷ bp_vecteur) (le facteur 650 s'annule) ; le mode vérification reçoit les deux masses et renvoie le ratio molaire réel. Bandes recommandées selon la taille de l'insert : <200 bp 5–10:1, 200–999 bp 3–5:1, ≥1000 bp 1–5:1, avec l'avertissement que des ratios >10:1 favorisent surtout les concatémères d'insert. Avec le volume de réaction, l'outil donne les concentrations nM (la ligase est sensible à la concentration d'extrémités, >1 nM est plus efficace). Sources : NEB NEBioCalculator et guide de ligature, Promega BioMath, Sambrook & Russell. Uniquement pour l'éducation.

Conçoit la série classique de dilutions au 1/10 : nombre d'étapes n = ceil(log₁₀(stock ÷ cible)) à partir des concentrations, ou étapes fixées directement ; fournit le tableau des concentrations par tube (C_k = stock ÷ 10^k) et la recette par tube (mélange 1:9, p. ex. 100 µL du tube précédent + 900 µL de diluant par tube de 1 mL). Conseils : changer de cône à chaque étape, vortexer 5–10 s, travailler du plus concentré au plus dilué. À combiner avec le calculateur d'UFC/mL. Sources : Standard Methods, annexe FDA BAM. Uniquement à but éducatif.