# Calculateur du ratio de dilution au passage (1:N)

Calcule le ratio de dilution au repiquage : N = densité actuelle ÷ densité cible (passage 1:N) ; le mode volume précise le volume à conserver (V ÷ N) et le milieu frais à ajouter (V − V/N) à volume total constant. Inclut le pourcentage d'ensemencement, les doublements entre passages n = ln(N)/ln2 et le temps de doublement équivalent selon l'intervalle, avec repères (1:2–1:5 adhérentes, 1:10–1:20 en suspension rapide). Sources : Freshney, guides ATCC. Uniquement à but éducatif.

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- **Catégorie:** Education

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## Présentation

Ce calculateur de ratio de dilution au passage détermine le rapport 1:N à partir de la densité cellulaire actuelle et de la densité cible. Le mode volume indique aussi le volume de culture à conserver et la quantité de milieu frais à ajouter, avec des estimations des doublements et du temps de doublement selon l’intervalle saisi. Outil uniquement éducatif.

## Entrées

- **Mode de calcul** (select): Just the 1:N ratio, or the split volumes for a specific culture volume.
- **Densité actuelle (cellules/mL)** (number): Viable-cell density of the culture being passaged (from a hemocytometer count).
- **Densité cible (cellules/mL)** (number): Seed density you want in the new flask.
- **Volume de culture (mL)** (number): Total volume of the culture being split (volume mode).
- **Intervalle avant le prochain passage (h)** (number): Optional planned hours between passages, for doublings and doubling time.
- **Décimales** (number)

## Quand l'utiliser

- Déterminer rapidement un ratio de repiquage 1:N à partir de deux densités cellulaires.
- Calculer le volume de culture à conserver et le volume de milieu frais à ajouter à volume total constant.
- Estimer les doublements entre deux passages et le temps de doublement équivalent.

## Fonctionnement

- Sélectionnez le mode « Ratio seul » ou « Répartir un volume donné ».
- Saisissez la densité actuelle et la densité cible en cellules/mL.
- En mode volume, indiquez le volume total de culture à répartir.
- Ajoutez éventuellement l’intervalle entre les passages et choisissez le nombre de décimales.

## Cas d'usage

- Planifier un passage de culture cellulaire à partir d’une mesure de densité viable.
- Préparer une répartition en flacon en connaissant le volume total de la culture.
- Comparer un ratio de repiquage avec la fréquence prévue des passages.

## Questions fréquentes

### Comment le ratio 1:N est-il calculé ?

Le calculateur divise la densité actuelle par la densité cible : N = densité actuelle ÷ densité cible.

### Que fournit le mode volume ?

Il indique le volume à conserver, V ÷ N, et le volume de milieu frais à ajouter, V − V/N, pour maintenir le volume total.

### Que signifie le pourcentage d’ensemencement ?

Il correspond à la fraction de la culture initiale transférée dans le nouveau volume.

### À quoi sert l’intervalle entre les passages ?

Il permet d’estimer le nombre de doublements et le temps de doublement équivalent.

### Le résultat constitue-t-il un protocole expérimental ?

Non. Le calculateur est fourni uniquement à des fins éducatives et de planification.

## Outils associés

- [Convertisseur Absorbance↔Transmittance (A = −log₁₀T)](https://elysiatools.com/fr/tools/absorbance-transmittance-converter): Convertit dans les deux sens absorbance et transmittance : A = −log₁₀(T), T = 10⁻ᴬ, %T = 100·T et A = 2 − log₁₀(%T). Accepte l'absorbance A, la transmittance en pourcentage %T ou en fraction T et renvoie les trois représentations à la fois. Repères : A=0 → %T=100 ; A=1 → %T=10 ; A=0,301 → %T=50. Une absorbance négative impliquerait %T > 100 %, impossible en spectrophotométrie standard, et est rejetée.
- [Calculateur de température d'hybridation PCR (Ta = Tm − 5°C)](https://elysiatools.com/fr/tools/annealing-temperature-calculator): Calcule la température d'hybridation (Ta) de la PCR selon deux règles : la règle simple de paillasse Ta = Tm − 5°C (en prenant le PLUS PETIT Tm de la paire d'amorces) et la formule empirique de Rychlik 1990 : Ta = 0.3×Tm(amorce) + 0.7×Tm(produit) − 14.9 (le Tm du produit est typiquement de 75–90°C et la formule tombe 1–8°C au-dessus de la règle simple pour des paires classiques). Fournit la Ta recommandée, une plage de gradient ±3°C et le sens d'ajustement : Ta trop basse donne bandes non spécifiques et dimères, trop haute aucun produit ; gardez les deux Tm à 2–3°C près et hybridez sur le plus petit. Sources : Rychlik 1990, Innis & Gelfand 1990, Lorenz 2012. Uniquement pour la planification.
- [Analyseur de pedigree d'hérédité autosomique dominante](https://elysiatools.com/fr/tools/autosomal-dominant-pedigree): Calcule le risque pour la descendance dans l'hérédité autosomique dominante (AD) et évalue l'ajustement des effectifs observés au ratio attendu. Génotypes parentaux → ratio attendu : AA × n'importe = tous atteints ; Aa × Aa = 3:1 (75%) ; Aa × aa = 1:1 (50%) ; aa × aa = aucun. Les effectifs observés permettent un test du chi-carré (df = 1, critique 3.841). Signes du pedigree AD : transmission verticale, deux sexes atteints à parts égales, transmission homme-homme présente (exclut le dominant lié à l'X), les non-atteints ne transmettent pas (sauf mutation de novo). Exemples : Huntington, achondroplasie, Marfan. Sources : Griffiths, Hartl & Clark 2007, StatPearls, OMIM. Usage éducatif uniquement.
- [Calculateur de risque d'hérédité autosomique récessive](https://elysiatools.com/fr/tools/autosomal-recessive-risk): Calcule la probabilité qu'un enfant (ou qu'au moins un de n enfants) soit atteint d'une maladie autosomique récessive. Un enfant atteint (aa) doit recevoir un allèle récessif de CHACUN des parents : P(enfant atteint) = P(parent 1 transmet a) × P(parent 2 transmet a). Statuts : porteur (Aa), atteint (aa), non porteur (AA), inconnu (P(Aa)=c, P(aa)=c² selon la fréquence populationnelle). Deux porteurs → 25% par enfant, 50% porteurs, P(porteur | non atteint) = 2/3 ; au moins un atteint parmi n = 1 − (1−r)^n. Défaut 0.04 (mucoviscidose 1/25). Sources : Griffiths, Hartl & Clark 2007, StatPearls. Usage éducatif uniquement, ne remplace pas un conseil génétique.
- [Calculateur de numération cellulaire à l'hémocytomètre](https://elysiatools.com/fr/tools/cell-counting-hemocytometer): Convertit les comptages bruts de la chambre de Neubauer améliorée en concentration : cellules/mL = (total comptées ÷ carrés) × dilution × 10⁴ (chaque carré de 1 mm² sous 0,1 mm de profondeur contient exactement 0,1 µL). Saisissez le total compté, le nombre de carrés (généralement 4 angles ou 5 avec le central) et la dilution ; facultativement le volume pour le total de cellules. Conseils selon la densité idéale de 20–100 cellules par carré. Sources : manuel Freshney, géométrie Neubauer. Uniquement à but éducatif.
- [Convertisseur de Densité Cellulaire (cellules/mL↔cellules/µL↔10⁶/mL↔10¹²/L)](https://elysiatools.com/fr/tools/cell-density-unit-converter): Conversion complète entre unités de densité cellulaire : cellules/L, cellules/mL, cellules/µL, 10³ cellules/µL, 10⁶ cellules/mL, 10⁹ cellules/L et 10¹² cellules/L. Couvre la culture cellulaire (p. ex. E. coli 5×10⁸ cellules/mL = 500 ×10⁶ cellules/mL) comme les comptes rendus d'hématologie (érythrocytes 4,9×10¹²/L = 4,9×10⁶ cellules/µL ; leucocytes 6,5×10⁹/L = 6 500 cellules/µL) et renvoie la table complète des unités. Outil compagnon : calculateur OD600.
- [Calculateur de temps de doublement cellulaire](https://elysiatools.com/fr/tools/cell-doubling-time): Calcule la cinétique de croissance exponentielle à partir de deux comptages : temps de doublement t_d = ln2 × t ÷ ln(Nₜ/N₀), nombre de doublements n = ln(Nₜ/N₀) ÷ ln2 et taux spécifique μ = ln(Nₜ/N₀)/t (h⁻¹). N₀ et Nₜ peuvent être des nombres de cellules ou des densités dans toute unité cohérente ; le temps accepte heures/jours/minutes. Suppose la phase exponentielle aux deux points (ensemencement sous-confluent, récolte avant l'inhibition de contact), sinon t_d sera surestimé ; repères HEK293/HeLa/CHO inclus. Source : manuel Freshney. Uniquement à but éducatif.
- [Calculateur de viabilité cellulaire au bleu de trypan](https://elysiatools.com/fr/tools/cell-viability-trypan-blue): Calcule la viabilité à partir des comptages cellules vivantes/mortes du test d'exclusion au bleu de trypan : viabilité % = vivantes ÷ (vivantes + mortes) × 100 ; concentration en vivantes = comptage × dilution × 10⁴ ÷ carrés. Le colorant ne traverse pas les membranes intactes : les cellules vivantes restent claires, les lésées se colorent en bleu profond. Fournit une lecture de l'état de la culture (≥90% saine, 70–90% acceptable, <70% stressée) et des conseils de protocole (compter en 3–5 min ; une exposition prolongée tue les cellules viables). Sources : Freshney, protocole de Strober. Uniquement à but éducatif.

## Exemples

- [Exemples de Traitement d'Images Web Python](https://elysiatools.com/fr/samples/web-image-processing-python): Exemples de traitement d'images Web Python utilisant PIL/Pillow incluant la lecture, l'enregistrement, le redimensionnement et la conversion de format
- [Échantillons Audio FLAC Libres de Droits](https://elysiatools.com/fr/samples/flac-samples): Collection audio FLAC sans perte pour tests et développement, incluant sons de la nature et musique de méditation
- [Échantillons Audio WAV Libres de Droits](https://elysiatools.com/fr/samples/wav-samples): Collection audio WAV non compressé pour tests et développement, incluant sons de la nature et musique de méditation
- [Exemples de Traitement d'Images Android Java](https://elysiatools.com/fr/samples/android-image-processing-java): Exemples de traitement d'images Android Java incluant lecture/écriture, mise à l'échelle et conversion de format